بررسی اثر استروژن بر گیرنده های Mas و AT1 سیستم رنین آنژیوتانسین در آسیب کلیوی ناشی از ایسکمی / جریان خون مجدد در موش های ماده تخمدان برداری شده

 ایسکمی-رپرفیوژن (IR) یعنی بازگرداندن مجدد جریان خون به بافتی که دچار ایسکمی یا کمبود اکسیژن شده است. فقدان اکسیژن و مواد مغذی در خون در طول دوره ایسکمی و بازگشت مجدد گردش خون از طریق القاء استرس اکسیداتیو منجر به التهاب و آسیب اکسیداتیو بافت می گردد(1). یک دلیل حساسیت کلیه ها به ایسکمی این است که میکرومجرای آنها بسیار پیچیده است و نیاز آن ها به انرژی بالا می باشد. در شرایط نرمال و حالت پایدار، اکسیژن رسانی به بافت های کلیوی بسیار خوب است اما تحت شرایط پاتوفیزیولوژیک میزان اکسیژن در دسترس کمتر از مقدار مورد نیاز آن ها می باشد(2).  IRبه وسیله چهار مکانیسم سبب آسیب سلولی می شود: 1-از طریق ایجاد آسیب جدید 2 -متابولیت های فعال اکسیژن   3-التهاب 4-کمپلمان ها. در صورتی که دوره ایسکمی طولانی باشد، آسیب سلولی ناشی از   IRبرگشت ناپذیر خواهد بود و مرگ سلولی را در پی خواهد داشت(3-5).

آسیب   IRدر شرایط بالینی مختلف از جمله شوک، پیوند عضو، عفونت و جراحی عروق ایجاد می شود(6) که می تواند موجب بروز نارسایی حاد کلیوی  (ARF)گردد. ARF  سندرمی است که مشخصه آن کاهش سریع میزان فیلتراسیون گلومرولی  (GFR) ظرف چند ساعت تا چند هفته، احتباس مواد زائد نیتروژن دار مثل ازت، اوره خون، کراتینین سرم، اختلالات حجم مایع خارج سلولی، اختلالات هموستاز الکترولیت و اسیدو باز و همچنین کاهش دفع ادرار می باشد(7). با وجود اقدامات پیشگیرانه و درمانی هنوز این بیماری با مرگ و میر بالایی همراه است(8).

آسیب ناشی از IR یک اندام موجب پاسخ التهابی سیستمیک می گرددکه در نتیجه آن آسیب در اندام های دورتر مانند قلب، ریه، روده و کبد ایجاد می شود. مطالعات اپیدمیولوژیک نشان می دهد که ایسکمی ریپرفیوژن کلیوی نیز موجب اختلال در اندام های دیگر مثل مغز، ریه و کبد می گردد(9, 10). گرچه درمان قطعی برای جلوگیری از  IR پیدا نشده، اما به تازگی پاره ای مداخلات مثل انسداد مسیرهای تولید رادیکال آزاد و استفاده از داروهای ضد التهاب جهت کاهش آسیب پیشنهاد شده است (11).

طبق تحقیقات انجام شده، پس از ایسکمی، سیستم آنتی اکسیدانی، ضعیف شده و با تجمع رادیکال های آزاد، آسیب استرس اکسیداتیو آغاز می شود(12, 13). از طرفی با شروع مرحله رپرفیوژن، تعداد گسترده ای از عوامل مخرب همچون فاکتورهای التهابی، گونه های فعال اکسیژن(ROS) و نیتروژن(RNS) فعال شده و باعث آسیب گسترده به بخش های عملکردی نفرون ها می گردد(14-16).

گزارش شده است که بروز بیماری های کلیوی و پیشرفت آن تحت تاثیر جنسیت می باشد(17). مطالعات بالینی و اپیدمیولوژیک نشان می دهد که پیشرفت بیماری های کلیوی در زنان آهسته تر از مردان است.مکانیسم اصلی این تفاوت هنوز مشخص نشده است اما شواهد نشان می دهد که احتمالا تفاوت جنسیتی-فیزیولوژیکی در عملکرد سیستم رنین-آنژیوتانسین (RAS) در این امر دخیل است(18-20).

  RASیکی از مهمترین سیستم های کنترلی  برای تنظیم فشار خون، مایع و الکترولیت است(21). این سیستم شامل چندین آنزیم و گیرنده از جمله: رنین(R)، آنژیوتانسین (AngII)II، گیرنده نوع یک آنژیوتانسین(AT₁R)، گیرنده نوع دو آنژیوتانسین(AT₂R) و گیرنده MAS است(22). در این سیستم آنزیمACE ، آنژیوتانسینI را به آنژیوتانسینII تبدیل می کند. آنژیوتانسینII از طریق دو گیرنده اصلی  (AT₁R و AT₂R) عمل می کند. در برابر اثرات AT₁Rکه یک وازوکانسترکتور قوی است، AT₂Rبه عنوان بخشی از بازوی وازودپرسور RASعمل می کند. بازوی وازودپرسوری RAS شامل ACE₂، AT₂R، آنژیوتانسین 7-1(Ang 1-7) و گیرنده MAS می باشد که بر اساس مطالعات انجام شده میزان بیان گیرنده MAS و AT₂ در موش های ماده بیشتر از جنس نر است(19). ACE₂ یک مونو کربوکسی پپتیداز است که به طور مستقیم باعث تولید Ang1-7 از AngII یا به شکل غیر مستقیم از AngI می شود(23). Ang1-7 یک هپتاپپتید مهم از RAS محسوب می شود که به عنوان یک آنتاگونیست عمل می کند. اعمال آن شامل اتساع عروق، دیورز، ناتریوز، کاهش فشارخون، اثرات ضد فیبروز، تحریک تولید برادی کینین و رهایی نیتریک اکساید (NO) می باشد و این اثرات از طریق گیرنده Mas بروز می کند(22).

 Mas یک آنکوژن و گیرنده مهم برای Ang1-7 است که کمبود آن باعث افزایش فشارخون، اختلال در عملکرد اندوتلیال، کاهش تولید NO سنتتاز اندوتلیومی(ENOS) می شود(22).

هورمون های استروئیدی به خصوص هورمون های جنسی، مهمترین عامل موثر بر اسیب بافتی ناشی از ایسکمی رپرفیوژن هستند. بخشی از اثرات این هورمون ها از طریق تنظیمNOS  اعمال می شود. کلیه های مردان نسبت به زنان به ایسکمی حساس تر هستند و اسیب توبول پروگزیمال، اپوپتوز والتهاب در مردان پس از ایسکمی افزایش بیشتری به نسبت زنان نشان می دهد. این حساسیت  زیاد مردان به آسیب کلیوی احتمالا' ناشی از حضور تستوسترون و عدم حضور استروژن می باشد(24).

استروژن با القا و فعال سازی ژن های مرتبط با آنتی آپوپتوز باعث کاهش آپوپتوز می شود. علاوه بر این ساختار استروئیدی استروژن (حلقه فنول هیدروکسیل)، خواص آنتی اکسیدانی دارد و باعث کاهش سمیت و مرگ سلولی می شود (25, 26).

تحقیقات تجربی بر روی موش های اوارکتومی شده نشان می دهد که درمان با استرادیول(E₂)، با مهار ACE، از فعالیت AT₁ می کاهد و باعث کاهش سطح بافتی AngII می شود و اثرات وازودیلاتوری Ang1-7 را افزایش می دهد(27).

در سال 2002، Ren و همکارانش گزارش کردند که Ang1-7 از طریق تحریک masR، اثرات وازودیلاتوری بر آرتریول آوران  کلیه خرگوش  دارد و موجب بهبود جریان خون کلیه می شود(28).

همچنین  Safari و همکارانش در سال 2012  نشان دادند که تاثیر  masR بر همودینامیک کلیه در  دو جنس متفاوت بوده و اثرات وازودیلاتوری آن در کلیه موش های ماده بیشتر از جنس نر است(19).

مطالعات Hassanshahi و Nematbakhsh در سال 2018 مبنی بر این بود که Ang1-7 از طریق masR به طور قابل توجهی آسیب کلیوی را با سرکوب فیبروز و آپوپتوز در کلیه، بهبود می بخشد و اثرات محافظتی  قابل ملاحظه ای در شوک هموراژیک دارد(29).

 Nematbakhsh و همکارانش در مطالعه ای دیگر در سال 2018  بر موش های صحرایی دریافتند که در پاسخ عروق کلیوی به  Ang1-7، علاوه بر masR، مسیرهای غیر مرتبط با AT1R و AT2R نیز ممکن است دخیل باشند(30).

با توجه به مطالب بیان شده در پیش گفت، در این مطالعه بر آن شدیم که نقش بازوی وازودپرسوری AngII را بر عملکرد کلیه و شاخص های آنتی اکسیدانی بافت کلیه در موش های ماده فاقد تخمدان تحت درمان با استروژن را در مدل IR بررسی کنیم.

1- میزان سطح سرمی  Crدر پایان مطالعه در گروه های مورد و شاهد متفاوت است.

2- میزان سطح سرمیBUN در پایان مطالعه در گروه های مورد و شاهد متفاوت است.

3-میزان سطح سرمی و بافتی  MDA  در پایان مطالعه در گروه های مورد و شاهد متفاوت است.

4-میزان سطح سرمی و بافتی نیتریت در پایان مطالعه در گروه های مورد و شاهد متفاوت است.

5- میزان سطح سرمی و بافتی CAT در پایان مطالعه در گروه های مورد و شاهد متفاوت است.

6- میزان سطح سرمی و بافتی  GSHدر پایان مطالعه در گروه های مورد و شاهد متفاوت است.

7- میزان سطح سرمی و بافتی   GPXدر پایان مطالعه در گروه های مورد و شاهد متفاوت است.

8-میزان سطح سرمی و بافتی TAC در پایان مطالعه در گروه های مورد و شاهد متفاوت است.

9-میزان سطح سرمی و بافتی SOD در پایان مطالعه در گروه های مورد و شاهد متفاوت است.

10- میزان سطح آسیب دیدگی بافت کلیه در پایان مطالعه در گروه های مورد و شاهد متفاوت است.

11- وزن کلیه در پایان مطالعه در گروه های مورد و شاهد متفاوت است.

12- وزن رحم در پایان مطالعه در گروه های مورد و شاهد متفاوت است.

 بررسی اثر استروژن بر گیرنده های Mas و AT1 سیستم  رنین آنژیوتانسین در آسیب کلیوی ناشی از ایسکمی / جریان خون مجدد در موش های ماده تخمدان برداری شده

1-مقایسه میزان سطح سرمیCr  در پایان مطالعه در گروه های مورد و شاهد

2- مقایسه میزان سطح سرمی  BUNدر پایان مطالعه در گروه های مورد و شاهد

3-مقایسه میزان سطح سرمی و بافتی MDAدر پایان مطالعه در گروههای مورد و شاهد

 4- مقایسه میزان سطح سرمی و بافتی نیتریت در پایان مطالعه در گروههای مورد و شاهد

5- مقایسه میزان سطح سرمی و بافتی CAT در پایان مطالعه در گروههای مورد و شاهد

6- مقایسه میزان سطح سرمی و بافتی  GSH در پایان مطالعه در گروههای مورد و شاهد

7- مقایسه میزان سطح سرمی و بافتی  GPX در پایان مطالعه در گروههای مورد و شاهد

     8 -مقایسه میزان سطح سرمی و بافتی TAC درپایان مطالعه در گروههای مورد و شاهد

 9-مقایسه میزان سطح سرمی و بافتی SOD درپایان مطالعه در گروههای مورد و شاهد

10-مقایسه میزان آسیب دیدگی بافت کلیه در پایان مطالعه در گروه های مورد و شاهد.

11- مقایسه وزن کلیه در پایان مطالعه در گروه های مورد و شاهد.

12- مقایسه وزن رحم در پایان مطالعه در گروه های مورد و شاهد.

دانشگاه ها و مراکز تحقیقاتی

سیستم رنین آنژیوتانسین (RAS) : یک سیستم هورمونی است که فشار خون و تعادل آب و مایعات را در بدن تنظیم می­کند. هنگامی که حجم خون پایین می­آید، سلول های جنب گلومرولی در کلیه، با فعال کردن مولکول­های پرولین، رنین را به طور مستقیم به خون ترشح می­کنند. سپس رنین به نوبه خود، آنژیوتانسینوژن ترشح شده از کبد را به آنژیوتانسینI تبدیل می­کند. آنژیوتانسین I به وسیله آنزیم ACEکه در ریه ها وجود دارد به آنژیوتانسین II تبدیل می شود. آنژیوتانسین II با انقباض عروق باعث افزایش فشار خون می­ شود.

گیرنده AT1: این گیرنده عضو خانواده بزرگ وابسته به Gپروتئین است که به آنژیوتانسین IIمتصل می­شود. AT1در سراسر بافت کلیه توزیع شده است. تحریک آن موجب وازوکانسترکشن می­شود. آنژیوتانسینII از طیق این گیرنده به تنظیم فیلتراسیون گلومرولی، تسهیل احتباس سدیم، تنظیم رشد و تمایز سلولی اثر می­گذارد.

گیزدنده AT2 :این گیرنده عضو خانواده بزرگ وابسته به Gپروتئین است که به آنژیوتانسین IIمتصل می­شود.  و بخشی از بازوی وازودپرسوری آنژیوتانسین II می باشد. در سراسر بافت کلیه توزیع شده است. تحریک آن موجب وازودیلیشن می­شود. توزیع این گیرنده 16 برابر در جنس ماده بیشتر از جنس نر می باشد.

گیرنده Mas: Mas یک آنکوژن از خانواده G پروتئین است که گیرنده آنژیوتانسین 7-1 می ­باشد. این گیرنده در بافت های مختلف بدن از جمله: قلب، کلیه و عروق خونی وجود دارد. در کلیه این گیرنده در کورتکس، توبول پروگزیمال، مدولا و سلول های مزانژیال مشاهده شده است. حذف گیرنده Mas اتصال هپتاپتید آنژیوتانسین7-1 را از بین می برد و مانع اثرات آن می شود.

تجربی

موش صحرایی ماده نژاد ویستار، سن 9-7 هفته، در محدوده وزنی 220-180 گرم

 7 گروه موش صحرایی 6تایی بر اساس مطالعات قبلی(31)

انتخاب 42 سر موش صحرایی با توجه به ملاک های مورد مطالعه و قرار گرفتن حیوانات در 7 گروه به صورت تصادفی می باشد.

گروه بندی حیوانات:  موش ها به صورت تصادفی به 7 گروه 6 تایی به شرح ذیل تقسیم خواهند شد:

گروه 1: موش های دریافت کننده: حلال دارو

گروه 2: موش های دریافت کننده: استروژن (g/kg/week; im250µ )+ آنژیوتانسین7-1(50µg/kg; ip)

گروه 3: موش های دریافت کننده: استروژن (g/kg/week ;im250µ) + لوزارتان(10mg/kg; ip)

گروه 4: موش های دریافت کننده:استروژن(g/kg/week ;im250µ) +آنژیوتانسین7-1(50µg/kg; ip)+ لوزارتان(10mg/kg; ip)

گروه 5: موش های دریافت کننده: آنژیوتانسین7-1(50µg/kg; ip)

گروه 6: موش های دریافت کننده: لوزارتان(10mg/kg; ip)

گروه 7: موش های دریافت کننده: آنژیوتانسین7-1(50µg/kg; ip)+ لوزارتان(10mg/kg; ip)

گروه بندی حیوانات:  موش ها به صورت تصادفی به 7 گروه 6 تایی به شرح ذیل تقسیم خواهند شد:

گروه 1: موش های دریافت کننده: حلال دارو

گروه 2: موش های دریافت کننده: استروژن (g/kg/week; im250µ )+ آنژیوتانسین7-1(50µg/kg; ip)

گروه 3: موش های دریافت کننده: استروژن (g/kg/week ;im250µ) + لوزارتان(10mg/kg; ip)

گروه 4: موش های دریافت کننده:استروژن(g/kg/week ;im250µ) +آنژیوتانسین7-1(50µg/kg; ip)+ لوزارتان(10mg/kg; ip)

گروه 5: موش های دریافت کننده: آنژیوتانسین7-1(50µg/kg; ip)

گروه 6: موش های دریافت کننده: لوزارتان(10mg/kg; ip)

گروه 7: موش های دریافت کننده: آنژیوتانسین7-1(50µg/kg; ip)+ لوزارتان(10mg/kg; ip)

-آسیب بافتی با مشاهده نمونه رنگ آمیزی شده زیر میکروسکوپ تعیین شده و میزان سایر متغیرها توسط کیت مخصوص اندازه گیری خواهد شد.

پس از تصویب طرح، تعداد  42 رات  ماده از نژاد ویستار (در محدوده وزنی  200-180 گرم) در 7 گروه به طور تصادفی قرار می گیرند. حیوانات یک هفته قبل از شروع آزمایش ،در اتاق حیوانات با دمای 2± 22 درجه سانتی گراد با تهویه مناسب و رطوبت15-10%  وسیکل نوری 12 ساعت تاریکی و 12 ساعت روشنایی با دسترسی آزاد به آب وغذا در قفس های فایبر گلاس نگه داری خواهند شد(32) و پس از سازگاری با محیط آزمایشگاه جهت ایجاد مدل اوارکتومی و ایسکمی – ری پرفیوژن کلیوی مورد عمل جراحی قرار خواهند گرفت.{Hendriks, 2004 #2}  

گروه بندی حیوانات:  موش ها به صورت تصادفی به 7 گروه 6 تایی به همان ترتیب که قبلا ذکر شد، تقسیم خواهند شد.

مراحل انجام جراحی اوارکتومی

پس از تقسیم بندی حیوانات در 7گروه، ابتدا حیوانات با استفاده از محلول کتامین-زایلازین                                                                    (70 mg/kg ketamine, 7 mg/kg xylazine)محصول شرکت  Sigma( St. Louis, MO, USA) بیهوش میشوند (33)، سپس موهای ناحیه شکمی تراشیده و محل با استفاده از بتادین کاملا ضد عفونی می گردد. حیوانات از ناحیه پشتی روی میز جراحی قرار گرفته و با استفاده از تیغ جراحی برشی در حدود یک سانتی متر روی پوست بر روی خط وسطی شکم در ناحیه سوپراپوبیک ایجاد وبعد از آن با استفاده از قیچی جراحی عضله شکم در ناحیه ی برش باز می شود. در ناحیه برش داده شده مثانه و در زیر مثانه رحم حیوان قابل مشاهده است. با استفاده از پنس لبه عضله شکمی رو به بالا کشیده شده و بعد از مشاهده توده چربی اطراف تخمدان و لوله های رحمی که در طرفین حفره شکمی قرار دارد، لوله های رحمی خارج می شوند. سپس با استفاده از نخ بخیه( 4-0 Silk)(29)، لوله های رحمی چپ و راست جداگانه و درست در زیر تخمدان به صورتی که ارتباط تخمدان با رحم کاملا قطع شود بسته می شوند. بعد از اطمینان کامل از قطع ارتباط خونی لوله های رحمی با تخمدان، تخمدان با استفاده از قیچی جراحی از بافت چربی اطراف و از انتهای لوله های رحمی جدا می شوند.

در پایان عضله با چند بخیه پیوسته و پوست با بخیه های مجزا بسته می شوند و محل زخم با استفاده از بتادین ضدعفونی می گردد. پس از اتمام جراحی حیوانات تا زمان به هوش آمدن در اتاقی با دمای مناسب نگه داری خواهند شد.

فرایند ازمایش

پس از انجام اوارکتومی، گروه یک حلال روغن کنجد(پلاسبو) و گروه های 2،3،4 هر کدام جداگانه استرادیول (250µg/kg/week; im)، محصول شرکت  محصول شرکت  Sigma( St. Louis, MO, USA) ، یک بار در هفته،  به مدت چهار هفته، به صورت عضلانی دریافت خواهند کرد(31).

در پایان هفته چهارم داروهای لوزارتان (10/mg/kg; ip)  و Ang1-7 (50µg/kg; ip )  محصول شرکت  محصول شرکت  Sigma( St. Louis, MO, USA) به صورت پیش درمان 20 دقیقه قبل ازایسکمی تزریق خواهند شد(34).

مراحل انجام جراحیIR

برای ایجاد مدل ایسکمی-رپرفیوژن، ابتدا حیوانات با  کتامین-زایلازین بیهوش شده و بعد از ایجاد برش در ناحیۀ پهلوی چپ و راست هر دو کلیه کاملاً خارج شده و ورید و شریان کلیه ، در نزدیکی ناف کلیه با استفاده از کلمپ به طور کامل و به مدت 45 دقیقه مسدود خواهد شد(در گروه دریافت کننده محلول دارو، شریان و ورید کلیه کلمپ نمی شود).

 بعد از پایان 45 دقیقه کلمپ باز شده و پس از اطمینان از برقراری مجدد جریان خون به کلیه ها، آنها را به داخل حفرۀ صفاقی باز گردانده و عضله و پوست جداگانه بخیه خواهد شد. بعد از اطمینان از هوشیاری کامل ، حیوانات را به لانه انتقال خواهیم داد.

پس از پایان  72ساعت ریپرفیوژن، حیوانات مجددا با  کتامین-زایلازین بیهوش شده و خونگیری  انجام خواهد گرفت. سپس کلیه ها و رحم از حیوان جداشده و وزن آن ها توسط ترازوی دیجیتال محاسبه خواهد شد. در نهایت کلیه راست حیوان جهت انجام آزمایش و تشخیص آسیب بافتی در فرمالین 10% فیکس شده وکلیه چپ برای اندازه گیری سطح نیتریت،  MDA,SOD,CAT,GPX,GSH,TAC,BUN,Crهموژنیزه خواهد شد. برای ارزیابی آسیب بافتی کلیه از روش هیستوپاتولوژیک رنگ آمیزی هماتوکسیلین وائوزین استفاده شده و آسیب بافتی به شرح زیر نمره دهی خواهد شد، که بصورت یک سو کور توسط پاتولوژیست انجام می گردد(31).

نمره صفر: بدون آسیب

نمره1: نکروز تک سلولی جدا

نمره2: نکروزتوبولی <25%

نمره 3: نکروز توبولی50-25%

نمره 4: نکروز توبولی>50%

 داده ها توسط نرم افزار SPSS نسخه 17 مورد بررسی قرار خواهند گرفت. برای آنالیز داده های مربوط به     Cr,BUN,MDA,Nitrite,CAT,GSHGPX,TAC,SOD از آنالیز واریانس یک طرفه وسپس تست توکی استفاده خواهد شد.   برای بررسی آسیب بافتی ازآزمون های آماری Kruskal-Wallis و Mann-Whitney استفاده خواهد شد. P –value کمتر از                ( P<0.05) به عنوان اختلاف آماری معنی دار در نظر گرفته خواهد شد.

در طول مطالعه بر اساس پروتکل کار با حیوانات آزمایشگاهی رفتار شده وانجام کار به تایید کمیته اخلاق دانشگاه علوم پزشکی زاهدان خواهد رسید،وهمچنین چک لیست کار با حیوانات آزمایشگاهی مورد تایید وزارت متبوعه تکمیل وپیوست می شود.

محدودیت زمانی- با توجه به شرایط تحریم ایجاد مشکل در تهیه کیت یا مواد خارجی احتمالی مورد نیاز

آنژیوتانسین 7-1 ، لوزارتان، ایسکیمی ریپرفیوژن، استروژن

1.                Hussein AA, El-Dken ZH, Barakat N, Abol-Enein H. Renal ischaemia/reperfusion injury: possible role of aquaporins. Acta physiologica (Oxford, England). 2012;204(3):308-16.

2.                Legrand M, Mik EG, Johannes T, Payen D, Ince C. Renal hypoxia and dysoxia after reperfusion of the ischemic kidney. Molecular medicine (Cambridge, Mass). 2008;14(7-8):502-16.

3.                Bagnis C, Beaufils H, Jacquiaud C, Adabra Y, Jouanneau C, Le Nahour G, et al. Erythropoietin enhances recovery after cisplatin-induced acute renal failure in the rat. Nephrology, dialysis, transplantation : official publication of the European Dialysis and Transplant Association - European Renal Association. 2001;16(5):932-8.

4.                Elin RJ. Assessment of magnesium status. Clinical chemistry. 1987;33(11):1965-70.

5.                Kellum JA, Unruh ML, Murugan R. Acute kidney injury. BMJ clinical evidence. 2011;2011.

6.                Hassoun HT, Grigoryev DN, Lie ML, Liu M, Cheadle C, Tuder RM, et al. Ischemic acute kidney injury induces a distant organ functional and genomic response distinguishable from bilateral nephrectomy. American journal of physiology Renal physiology. 2007;293(1):F30-40.

7.                Weih M, Kallenberg K, Bergk A, Dirnagl U, Harms L, Wernecke KD, et al. Attenuated stroke severity after prodromal TIA: a role for ischemic tolerance in the brain? Stroke. 1999;30(9):1851-4.

8.                Liano F, Junco E, Pascual J, Madero R, Verde E. The spectrum of acute renal failure in the intensive care unit compared with that seen in other settings. The Madrid Acute Renal Failure Study Group. Kidney international Supplement. 1998;66:S16-24.

9.                Liu M, Liang Y, Chigurupati S, Lathia JD, Pletnikov M, Sun Z, et al. Acute kidney injury leads to inflammation and functional changes in the brain. Journal of the American Society of Nephrology : JASN. 2008;19(7):1360-70.

10.             Golab F, Kadkhodaee M, Zahmatkesh M, Hedayati M, Arab H, Schuster R, et al. Ischemic and non-ischemic acute kidney injury cause hepatic damage. Kidney international. 2009;75(8):783-92.

11.             Oldenburg O, Qin Q, Krieg T, Yang XM, Philipp S, Critz SD, et al. Bradykinin induces mitochondrial ROS generation via NO, cGMP, PKG, and mitoKATP channel opening and leads to cardioprotection. American journal of physiology Heart and circulatory physiology. 2004;286(1):H468-76.

12.             Maxwell SR, Lip GY. Reperfusion injury: a review of the pathophysiology, clinical manifestations and therapeutic options. International journal of cardiology. 1997;58(2):95-117.

13.             de Groot H, Rauen U. Ischemia-reperfusion injury: processes in pathogenetic networks: a review. Transplantation proceedings. 2007;39(2):481-4.

14.             Slegtenhorst BR, Dor FJ, Rodriguez H, Voskuil FJ, Tullius SG. Ischemia/reperfusion Injury and its Consequences on Immunity and Inflammation. Current transplantation reports. 2014;1(3):147-54.

15.             Patschan D, Patschan S, Muller GA. Inflammation and microvasculopathy in renal ischemia reperfusion injury. Journal of transplantation. 2012;2012:764154.

16.             Jang HS, Kim JI, Kim J, Park JW, Park KM. Angiotensin II removes kidney resistance conferred by ischemic preconditioning. BioMed research international. 2014;2014:602149.

17.             Neugarten J, Acharya A, Silbiger SR. Effect of gender on the progression of nondiabetic renal disease: a meta-analysis. Journal of the American Society of Nephrology : JASN. 2000;11(2):319-29.

18.             Miller JA, Cherney DZ, Duncan JA, Lai V, Burns KD, Kennedy CR, et al. Gender differences in the renal response to renin-angiotensin system blockade. Journal of the American Society of Nephrology : JASN. 2006;17(9):2554-60.

19.             Safari T, Nematbakhsh M, Hilliard LM, Evans RG, Denton KM. Sex differences in the renal vascular response to angiotensin II involves the Mas receptor. Acta physiologica (Oxford, England). 2012;206(2):150-6.

20.             Hilliard LM, Nematbakhsh M, Kett MM, Teichman E, Sampson AK, Widdop RE, et al. Gender differences in pressure-natriuresis and renal autoregulation: role of the Angiotensin type 2 receptor. Hypertension (Dallas, Tex : 1979). 2011;57(2):275-82.

21.             Maleki M, Nematbakhsh M. Gender Difference in Renal Blood Flow Response to Angiotensin II Administration after Ischemia/Reperfusion in Rats: The Role of AT2 Receptor. Advances in pharmacological sciences. 2016;2016:7294942.

22.             Zong WN, Yang XH, Chen XM, Huang HJ, Zheng HJ, Qin XY, et al. Regulation of angiotensin-(1-7) and angiotensin II type 1 receptor by telmisartan and losartan in adriamycin-induced rat heart failure. Acta pharmacologica Sinica. 2011;32(11):1345-50.

23.             Sullivan JC. Sex and the renin-angiotensin system: inequality between the sexes in response to RAS stimulation and inhibition. American journal of physiology Regulatory, integrative and comparative physiology. 2008;294(4):R1220-6.

24.             Park KM, Kim JI, Ahn Y, Bonventre AJ, Bonventre JV. Testosterone is responsible for enhanced susceptibility of males to ischemic renal injury. The Journal of biological chemistry. 2004;279(50):52282-92.

25.             Agacayak E, Basaranoglu S, Tunc SY, Icen MS, Findik FM, Kaplan I, et al. Oxidant/antioxidant status, paraoxonase activity, and lipid profile in plasma of ovariectomized rats under the influence of estrogen, estrogen combined with progesterone, and genistein. Drug design, development and therapy. 2015;9:2975-82.

26.             Mosquera L, Colon JM, Santiago JM, Torrado AI, Melendez M, Segarra AC, et al. Tamoxifen and estradiol improved locomotor function and increased spared tissue in rats after spinal cord injury: their antioxidant effect and role of estrogen receptor alpha. Brain research. 2014;1561:11-22.

27.             Owonikoko TK, Fabucci ME, Brown PR, Nisar N, Hilton J, Mathews WB, et al. In vivo investigation of estrogen regulation of adrenal and renal angiotensin (AT1) receptor expression by PET. Journal of nuclear medicine : official publication, Society of Nuclear Medicine. 2004;45(1):94-100.

28.             Ren Y, Garvin JL, Carretero OA. Vasodilator action of angiotensin-(1-7) on isolated rabbit afferent arterioles. Hypertension. 2002;39(3):799-802.

29.             Hassanshahi J, Nematbakhsh M. The Role of Mas Receptor on Renal Hemodynamic Responses to Angiotensin 1-7 in Both Irreversible and Reversible Unilateral Ureteral Obstruction Rats. Advanced biomedical research. 2018;7:12.

30.             Nematbakhsh M, Mansouri A. Renal vascular response to angiotensin 1-7 in rats: the role of Mas receptor. Research in pharmaceutical sciences. 2018;13(2):177-80.

31.             Ghadirian F, Nematbakhsh M, Roozbehani S, Mazaheri S, Talebi A, Pezeshki Z, et al. Nonprotective role of losartan in cisplatin-induced nephrotoxicity in ovariectomized rat model treated with estradiol. Journal of Pharmaceutical Negative Results. 2015;6(1):2.

32.             Hendriks JG, van Horn JR, van der Mei HC, Busscher HJ. Backgrounds of antibiotic-loaded bone cement and prosthesis-related infection. Biomaterials. 2004;25(3):545-56.

33.             Struck MB, Andrutis KA, Ramirez HE, Battles AH. Effect of a short-term fast on ketamine-xylazine anesthesia in rats. Journal of the American Association for Laboratory Animal Science : JAALAS. 2011;50(3):344-8.

34.             Pompermayer K, Souza DG, Lara GG, Silveira KD, Cassali GD, Andrade AA, et al. The ATP-sensitive potassium channel blocker glibenclamide prevents renal ischemia/reperfusion injury in rats. Kidney international. 2005;67(5):1785-96.

ندارد.